Gossypium arboreum (PROTA)

Ressources végétales de l'Afrique tropicale
Introduction


Importance générale
Répartition en Afrique
Répartition mondiale
Oléagineux
Colorant / tanin
Médicinal
Fourrage
Fibre

Gossypium arboreum L.

Protologue: Sp. pl. 2: 693 (1753).

Famille: Malvaceae

Nombre de chromosomes: 2n = 26

Noms vernaculaires

Coton, cotonnier, coton arborescent, cotonnier rouge (Fr).
Cotton, tree cotton (En).
Algodoeiro, algodoeiro arbóreo (Po).
Pamba (Sw).

Origine et répartition géographique

Gossypium arboreum est seulement connu en culture et son origine est incertaine. Il peut s’être développé à partir de Gossypium herbaceum L., bien que des comparaisons moléculaires soutiennent l’hypothèse que Gossypium arboreum et Gossypium herbaceum ont divergé à partir d’un ancêtre commun. Gossypium arboreum a été cultivé en Asie depuis plusieurs siècles. On l’y trouve encore, mais il a généralement été remplacé par Gossypium hirsutum L. Gossypium arboreum a été introduit d’Asie au Soudan, d’où il s’est répandu en Afrique de l’Ouest. De nos jours, il est principalement cultivé dans les régions sèches de l’Inde et du Pakistan, et parfois en Afrique tropicale, où il s’est naturalisé çà et là. Il est commun dans les jardins et les sites d’habitation abandonnés en Afrique tropicale.

Dans cet article le mot “coton” ou “cotonnier” désigne les données relatives à l’ensemble des 4 espèces de Gossypium cultivées (Gossypium arboreum, Gossypium barbadense L., Gossypium herbaceum et Gossypium hirsutum) ; lorsque ces données ne concernent que Gossypium arboreum, cela est explicitement mentionné.

Usages

Le cotonnier est le plus important groupe de plantes à fibres au monde. La plus ancienne preuve de l’utilisation du coton en tant que plante à fibres dans l’Ancien Monde a été découverte au Pakistan et fait probablement référence à Gossypium arboreum ; on estime qu’elle date d’environ 2300 ans avant J.-C. Les principales fibres de coton sont les plus longs poils des graines (“lints”), utilisés pour faire du fil à tisser pour les tissus, seuls ou associés à d’autres fibres végétales, animales ou synthétiques. Les lints de coton servent également à fabriquer d’autres produits dont du fil à coudre, des cordages et des filets de pêche. Les chutes et chiffons de textiles en coton servent dans l’industrie du papier pour la production de papier à écrire, d’édition et de dessin de la plus haute qualité. Avec les fibres courtes (“fuzz”, “linters” ou “duvet”) on fabrique de nombreux produits, dont des papiers, de la ficelle, du rembourrage pour les automobiles, des explosifs, des plastiques et de la pellicule photo. On transforme la pâte de linters en différents types de papier, selon leur classe. Les linters ont également été utilisés pour la production d’acétate de cellulose et de viscose. Les tiges du cotonnier sont transformées en papier et en carton, par exemple en Chine, et en panneaux de particules agglomérées au ciment.

L’huile des graines de cotonnier est utilisée à l’échelle industrielle dans de nombreux produits, dont la margarine, la mayonnaise, les huiles pour salade et de cuisson, les vinaigrettes et les graisses émulsifiables. Elle sert également à fabriquer du savon, des produits cosmétiques, des lubrifiants, des huiles sulfonées et des enrobages de protection. Par endroits elle sert en cuisine et pour la friture. Des mélanges de biogazole d’huile de coton et de gazole peuvent être utilisés dans les moteurs diesel traditionnels sans aucune modification majeure. Le tourteau de graines, qui est le résidu de l’extraction d’huile, est un concentré important de protéines pour le bétail. Les tourteaux de basse qualité sont utilisés comme fumure. La graine entière peut être donnée à des ruminants, qui sont moins sensibles au gossypol toxique de la graine que les non-ruminants, ou s’applique comme fumure. Les coques apportent des fibres de basse qualité dans les aliments du bétail, ou servent de litière ou de combustible. Les capsules, les feuilles et les petits rameaux restants sont pâturés par les ruminants. Les tiges sèches servent de combustible ménager.

Gossypium arboreum est beaucoup moins important en Afrique tropicale que Gossypium hirsutum et Gossypium barbadense, et semble être utilisé à des fins médicinales et comme plante fétiche plus que comme plante à fibres. Par exemple au Niger, où on ne trouve maintenant que rarement Gossypium arboreum dans des jardins, les agriculteurs ont remarqué que dans le passé il était cultivé pour la production de fibres, alors que de nos jours il est seulement utilisé à des fins médicinales. En Afrique de l’Ouest, la fibre de Gossypium arboreum est transformée en tissus fins portés par les chefs et utilisés pour panser les plaies. Au Cameroun, on fabrique avec la fibre des tissus qui sont utilisés pour les dots et les enterrements. A Madagascar, elle est également tissée en tissus. Au Nigeria, on confectionne des galettes fermentées avec les graines, et l’huile des graines est utilisée en cuisine. Dans le Kordofan (Soudan), le bétail broute les feuilles. Les fleurs produisent un colorant jaune. Broyées avec du jus de lime, elles donnent un colorant rouge utilisé pour teinter le fil de coton et le cuir de chèvre. Au Bénin, les fleurs sont utilisées pour faire un colorant noir pour le cuir, et la plante est parfois cultivée spécialement à cette fin.

Gossypium arboreum est couramment utilisé en médecine traditionnelle africaine. La racine est considérée comme emménagogue et pour provoquer des contractions utérines, et au Ghana et au Nigeria, l’extrait de racine ou d’écorce de racine se prend pour ses vertus abortives. En Côte d’Ivoire, par contre, la décoction de racine avec du sel obtenu des cendres du rachis de palmier à huile est connue comme boisson pour prévenir l’avortement. En Ethiopie, l’infusion d’écorce de racine en poudre est absorbée comme boisson pour traiter les œdèmes du système lymphatique. A Madagascar, la décoction de racine se prend contre les hémorragies. Une préparation de jeunes feuilles est absorbée comme boisson avec du jus de citron en Côte d’Ivoire contre la constipation, mais au Ghana, l’infusion froide de feuilles avec du jus de lime s’utilise pour traiter la dysenterie. Au Ghana, les feuilles macérées se prennent contre les vomissements, alors que les feuilles fraîches sont utilisées pour traiter les ulcères, soit comme pansement (après chauffage), soit en emplâtre pulvérulent après chauffage avec le fruit de Piper guineense Schumach. & Thonn. Au Ghana, la feuille et les graines broyées sont appliquées sur les plaies et transformées en cataplasmes pour traiter les ecchymoses et les œdèmes. Au Cameroun, la décoction de feuilles se boit pour traiter la fièvre typhoïde. Au Nigeria, la fleur est utilisée pour soulager la dysenterie. Au Ghana, une pâte de graines broyées s’applique contre les maux de tête. A l’île Maurice, l’écorce et les graines sont utilisées contre les tumeurs.

Production et commerce international

Selon les estimations de la FAO, la production annuelle mondiale de coton en 2004–2008 était d’environ 70 millions t de coton-graine (coton non égrené, contenant des graines, des lints et des fuzz) sur 34 millions ha. Cependant, la majeure partie (plus de 90%) de la production mondiale de coton est issue de Gossypium hirsutum, qui est très productif et qui en termes de rendement répond bien à des conditions de croissance améliorées, à l’engrais, à la protection phytosanitaire et à l’irrigation supplémentaire. Le reste se compose surtout de Gossypium barbadense. Gossypium arboreum est cultivé dans une certaine mesure en Afrique et en Asie. En Inde par exemple, environ 10–15% de la surface en cotonnier est planté avec Gossypium arboreum. En Afrique tropicale, Gossypium arboreum n’est cultivé que pour l’usage domestique.

Propriétés

Les fibres de coton sont des extensions unicellulaires des cellules épidermiques de la graine. On distingue deux types de fibres : des fibres longues (“lints”) et des fibres courtes (“fuzz” ou “linters”). Les lints de coton font 10–40(–64) mm de long, avec un diamètre de (12–)18–28(–42) μm et ont un rapport longueur/largeur de 1000–4000. Les fibres de lints de Gossypium arboreum sont plus courtes (habituellement moins de 25 mm de long) et plus grossières que celles de Gossypium hirsutum et Gossypium barbadense, et avec des parois de cellules plus épaisses. Les fuzz sont comparables en apparence aux lints, mais sont plus courts (2–7 mm de long), plus cylindriques et ont des parois plus épaisses.

Au-delà de la longueur des fibres et de leur uniformité, les propriétés les plus importantes du coton sont la finesse (diamètre), la maturité, la résistance et l’élasticité. La finesse associée à la maturité (le degré auquel la paroi cellulaire secondaire s’est développée) des fibres de coton est généralement déterminée par la résistance au passage de l’air, et exprimée selon une valeur appelée “micronaire”, traduisant la densité linéaire des fibres. Les valeurs typiques de la résistance à la traction, de l’allongement à la rupture, et du module de Young des fibres de coton sont de 285–595 N/mm², de 7,0–8,0% et de 5500–12 600 N/mm², respectivement. Parmi les principales fibres textiles du monde, le coton présente une combinaison unique de propriétés, en ce qu’il est résistant, confortable, lavable, durable et imprimable. Il se mélange également bien avec d’autres fibres qui lui confèrent une plus grande résistance, de la brillance et une résistance au froissement. Sur la base du poids sec, les fibres de coton contiennent 88–96% d’α-cellulose, 3–6% d’hémicelluloses et 1–2% de lignine.

Les graines de coton qui restent après l’égrenage sont constituées de linters (5–10%), d’huile ( 15–33%), de tourteau (33–45%) et de coques (24–34%). L’huile de graines de coton est une huile semi-siccative obtenue par extraction mécanique ou par solvants à partir des graines. Les principaux acides gras dans l’huile de graines de coton sont l’acide linoléique (42–59%), l’acide palmitique (20–34%) et l’acide oléique (13–25%). On a signalé des huiles de graines de Gossypium arboreum avec des teneurs en acide oléique aussi élevées que 32%. L’huile des graines contient également 0,5–1(–2)% d’acides gras cyclopropénoïdes, dont on sait qu’ils provoquent des troubles physiologiques chez les animaux. L’huile ainsi que d’autres parties de la plante des Gossypium contiennent du gossypol, un aldéhyde triterpénoïde, qui est toxique pour l’homme et les animaux, les animaux monogastriques en particulier. Le gossypol présente des propriétés insecticides, antimicrobiennes, contraceptives et antitumorales. Le gossypol et ses composés apparentés sont supposés conférer aux cotonniers leur tolérance ou leur résistance aux insectes et leurs propriétés antimicrobiennes. Il existe des cultivars sans glandes, exempts de gossypol, mais ils sont plus sensibles aux ravageurs. Le gossypol peut être retiré de l’huile par une extraction aux solvants, après une extraction de l’huile des graines, que ce soit par un procédé mécanique ou aux solvants. Le tourteau et la farine contiennent plus de 40% de protéines brutes, mais ne sont pas sans danger pour les animaux monogastriques, à cause du gossypol qu’ils contiennent. Le gossypol dans le tourteau peut être éliminé ou rendu inoffensif par des moyens chimiques (sels ferreux) ou physiques (chauffage), mais il est plus difficile d’atteindre cet objectif d’un point de vue économique que de retirer le gossypol de l’huile.

Des extraits au méthanol et au dichlorométhane de feuilles de Gossypium arboreum ont montré une activité contre les bactéries gram-positives Bacillus subtilis et Staphylococcus aureus, les bactéries gram-négatives Escherichia coli et Pseudomonas aeruginosa et la levure Candida albicans. Dans un autre essai, un extrait aqueux des feuilles et des graines a montré seulement une faible activité antibactérienne contre Bacillus subtilis, Escherichia coli, Micrococcus flavus, Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus, mais l’extrait a permis de stimuler la croissance de cellules de fibroblastes dermiques humains et avait un effet antioxydant protecteur sur celles-ci, ce qui corroborerait l’usage traditionnel des feuilles et des graines de Gossypium arboreum pour guérir les plaies. L’extrait au méthanol de la racine de Gossypium arboreum a montré une activité antibactérienne contre Bacillus polymixa et Escherichia coli. Les pétales et les flavonoïdes isolés des pétales ont montré une activité antibactérienne contre Pseudomonas maltophilia et Enterobacter cloacae.

Description

Arbuste ou petit arbre atteignant 3 m de haut, extrêmement variable, la plupart des parties densément recouvertes de poils étoilés minuscules et de poils simples bien visibles, presque toutes les parties ponctuées de façon irrégulière de glandes noires ; rameaux minces, cylindriques. Feuilles disposées en spirale ; stipules linéaires à lancéolées, souvent falciformes, de 4–15 cm de long, caduques ; pétiole de 1–14 cm de long ; limbe au contour ovale à orbiculaire, de 2–12 cm de diamètre, palmatilobé ou palmatipartite à 3–7 segments, souvent avec une dent additionnelle dans les sinus, base cordée, lobes ovales à étroitement lancéolés, apex aigu ou acuminé, parfois obtus, bord entier, à 5–9 nervures pédalées, nectaires normalement peu visibles ou absents. Fleurs solitaires, généralement sur des branches sympodiales ; pédicelle de 0,5–6 cm de long, non articulé, normalement dépourvu de nectaires apicaux ; segments de l’épicalice (bractéoles) 3, embrassant étroitement la corolle et le fruit, rarement étalés, soudés sur 1 cm ou plus, de 1,5–3,5 cm × 1,5–3 cm, légèrement accrescents sur le fruit, base profondément cordée, apex aigu, bord entier ou légèrement denté, glabres à l’intérieur, poilus à l’extérieur, persistants ; calice cupuliforme, de 5–12 mm de long, tronqué ou à 5 dents discrètes, glabre ; corolle crème à jaune à l’ouverture et virant au rouge ou au violet après 1–2 jours, avec ou sans un centre violet, pétales 5, imbriqués, obovales, de 2,5–4,5 cm de long ; étamines nombreuses, formant une colonne de 1,5–2 cm de long, filets de 1,5–4 mm de long, anthères 1-loculaires ; pistil à ovaire 3–5-loculaire et un style court à stigmate claviforme à 3–5 sillons. Fruit : capsule globuleuse, ovoïde ou allongée, de 1,5–2,5 cm de diamètre, bec de 3–5 mm de long, à ouverture loculicide, souvent réfléchie après la déhiscence et l’ouverture, densément ponctuée et glabre à l’extérieur, 3(–4)-loculaire à 5–8 graines par loge. Graines ovoïdes à globuleuses, de 5–8 mm de diamètre, densément couvertes de poils laineux assez longs, blancs ou rouille, fermement attachés à la graine (lints), et également avec un tomentum court et fin (fuzz). Plantule à germination épigée.

Autres données botaniques

Le genre Gossypium comprend environ 50 espèces réparties dans les zones tempérées chaudes à tropicales. L’origine du genre est inconnue, mais 3 centres primaires de diversité existent : en Australie, au nord-est de l’Afrique jusqu’à l’Arabie, et du centre-ouest au sud du Mexique. Les 4 cotons cultivés dans le monde (les diploïdes de l’Ancien Monde Gossypium arboreum et Gossypium herbaceum et les tétraploïdes du Nouveau Monde Gossypium barbadense et Gossypium hirsutum) ont été domestiqués indépendamment dans différentes parties du monde. La taxinomie de Gossypium est compliquée, en partie à cause de la domestication de 4 espèces distinctes et de larges hybridations interspécifiques. La littérature est confuse et les auteurs ne sont pas d’accord sur l’identité des nombreuses espèces, sous-espèces, sections, variétés, formes, races et cultivars qui ont été distingués. Actuellement, le système taxinomique de P.A. Fryxell, avec environ 50 espèces regroupées en 4 sous-genres et 8 sections, est le plus généralement accepté. Il est principalement basé sur des données morphologiques et géographiques, mais est confirmé par des preuves cytogénétiques et moléculaires. La recherche cytologique a conduit à la reconnaissance de 8 “groupes génomiques” diploïdes de base, désignés par les lettres A à G, plus K. En général, les espèces au sein d’un groupe génomique peuvent former des hybrides interspécifiques fertiles. Gossypium arboreum et Gossypium herbaceum sont inclus dans le sous-genre Gossypium, qui groupe les espèces diploïdes de l’Ancien Monde à génome A, alors que Gossypium barbadense et Gossypium hirsutum appartiennent au sous-genre Karpas, qui groupe les espèces tétraploïdes du Nouveau Monde à génome AD.

La grande variabilité au sein de Gossypium arboreum a été classée en 6 groupes géographiques, généralement qualifiés de races :

– bengalense : cotonniers annuels, cultivés en Inde et au Bangladesh dans des régions où il peut geler ; les lints sont grossiers et courts.

– burmanicum : cotonniers pérennes, cultivés au nord-est de l’Inde et en Asie du Sud-Est, particulièrement au Myanmar ; les lints sont variables.

– cernuum : cotonniers annuels, à capsules longues, cultivés au nord de l’Inde (Assam) ; certains auteurs l’intègrent à la race burmanicum.

– indicum : arbustes généralement pérennes, bien qu’en en Inde il existe quelques cultivars annuels (cotons “Rozi”) ; le groupe cultivé le plus primitif au sein de Gossypium arboreum, généralement cultivé au Gujarat (Inde), le long de la côte est de l’Afrique et à Madagascar ; les lints sont maigres, grossiers et souvent colorés.

– sinense : cotonniers annuels, à maturité précoce, cultivés commercialement en Chine, en Corée et au Japon ; il fournit le coton asiatique d’origine.

– soudanense : les cotonniers arborescents “Senaar”, grands arbustes pérennes ou petits arbres ; probablement arrivés dans le nord-est de l’Afrique depuis l’Inde il y a environ 2000 ans, cultivés dans la partie nord de l’Afrique tropicale ; les lints varient de grossiers à moyennement fins.

Anatomie

Les lints de coton ont un aspect lisse, en forme de ruban et vrillé, les parois des fibres montrant des striures longitudinales et en spirale. Les parois des fibres contiennent de nombreuses couches de chaînes de cellulose, qui s’organisent en spirale et donnent aux fibres sèches leur apparence vrillée caractéristique. Les poils sont couverts d’une cuticule cireuse, donnant à la fibre non transformée un toucher gras et la rendant hydrofuge.

Croissance et développement

L’architecture du cotonnier est dimorphe, l’axe principal et les branches inférieures (naissant de bourgeons axillaires) étant monopodiaux et végétatifs, alors que les branches fructifères (naissant de bourgeons extra-axillaires) sont sympodiales. Les branches fructifères se forment comme des branches primaires en haut de la tige principale et comme des branches secondaires sur les branches végétatives. Généralement seule une branche fructifère se forme à chaque nœud, avec 3–5 fruits par branche. La première branche fructifère apparaît au nœud 4–5 de la tige principale, entre 1 et 2 mois après le semis, et les premiers boutons floraux deviennent visibles sous forme de petites structures pyramidales vertes, connues comme “squares”. Ils ont besoin de 20–35 jours pour se développer en fleurs ouvertes. Les fleurs s’ouvrent généralement vers le crépuscule et la pollinisation se fait habituellement en quelques heures. L’autogamie est le système de reproduction prédominant, mais les insectes peuvent induire une allogamie considérable (atteignant 40%). La floraison est à son apogée 3(–6) semaines après son début et peut continuer pendant environ 6 semaines. Les fruits poussent très rapidement après la fécondation, atteignant leur taille finale au bout de 20–25 jours. Après encore (20–)25–45(–60) jours, selon le génotype et les conditions du milieu, ils sont mûrs. Habituellement, les fruits secs s’ouvrent à leurs sutures et la masse blanche de fibres pelucheuses apparaît. Les graines restent attachées au placenta et sont seulement séparées par la cueillette ou par une pluie ou des vents très violents.

Pendant les 2–4 premières semaines après la floraison (la phase d’allongement), les fibres poussent rapidement, atteignant leur pleine longueur, et pendant les 4–6 semaines suivantes (la phase d’épaississement secondaire) les parois cellulaires des fibres épaississent grâce au dépôt de cellulose en couches consécutives. L’épaisseur de la paroi des cellules d’une fibre, ou le degré auquel la fibre a été garnie de cellulose, dépend principalement de la vigueur de la plante pendant la maturation. A l’ouverture de la capsule, les fibres sèchent et le lumen s’effondre, entraînant l’apparence vrillée en ruban caractéristique de la fibre qui la rend filable.

La chute de boutons floraux et de jeunes capsules est fréquente chez le cotonnier. Elle est aggravée par de mauvaises conditions telles qu’un ciel couvert prolongé, des températures extrêmes, un stress hydrique, l’asphyxie racinaire, des carences en nutriments, des maladies et des dégâts causés par les insectes. Généralement 60% des boutons floraux et des jeunes capsules tombent, mais les fleurs tombent rarement. La capacité à surmonter des événements néfastes par une croissance compensatoire est caractéristique du cotonnier. Cependant, le taux de récupération est seulement partiel, et insignifiant lorsque des dégâts sérieux causés par des insectes surviennent tard dans la saison.

Ecologie

Gossypium arboreum exige une température de (8–)26–36(–38)°C et une pluviométrie de (500–)750–1250(–1500) mm pendant la saison de croissance. Il peut être cultivé sur des sols profonds, légers à lourds et bien drainés avec une fertilité modérée et un pH de (5,3–)6–7,2(–8,5). En Afrique de l’Est, on le trouve depuis le niveau de la mer jusqu’à 1000 m d’altitude.

Multiplication et plantation

Le cotonnier se multiplie par graines. Le poids de 1000 graines de Gossypium arboreum est de 46–91 g. Il est possible de multiplier le cotonnier de manière végétative par bouturage ou greffage de tiges ou d’écussons. La mise au point de systèmes de multiplication in vitro, reproductibles, rapides et indépendants du génotype a été difficile pour les espèces de Gossypium, bien que des méthodes soient désormais disponibles pour produire de grandes quantités d’embryons somatiques à partir de cal d’explant d’hypocotyle ou de cotylédon de Gossypium arboreum, Gossypium barbadense, Gossypium herbaceum et Gossypium hirsutum.

Gestion

En Afrique tropicale, par exemple au Niger et au Cameroun, Gossypium arboreum n’est généralement pas cultivé en plein champ, mais comme plantes isolées à proximité des habitations. Autrefois, il était très commun de conduire Gossypium arboreum et d’autres espèces de cotonnier en plantes pérennes, mais cette pratique a été déconseillée, car le cotonnier pérenne peut servir de plante-hôte réservoir pour les ravageurs et les maladies du cotonnier. Par endroits, par exemple au Cameroun, on peut encore voir des champs de cotonnier pérenne. Des plantes de Gossypium arboreum de 15–20 ans ont été observées, avec des tiges atteignant 15 cm de diamètre ; elles sont généralement élaguées.

Maladies et ravageurs

Les maladies sont moins importantes chez le cotonnier que les ravageurs. Les maladies les plus répandues sont le feu bactérien, la maladie des taches foliaires, la bactériose du cotonnier ou la pourriture de la capsule provoquée par Xanthomonas axonopodis pv. malvacearum (synonyme : Xanthomonas campestris pv. malvacearum), l’anthracnose provoquée par Glomerella gossypii (anamorphe : Colletotrichum gossypii), la fusariose provoquée par Fusarium oxysporum, et la verticilliose provoquée par Verticillium dahliae. Avant la découverte d’une résistance qui a été incorporée dans des cultivars de Gossypium hirsutum, le feu bactérien causait des pertes de rendement en coton-graine atteignant 28% dans les cultures du cotonnier en Afrique, et cette maladie est considérée en partie responsable du fait que l’on ait continué à cultiver Gossypium arboreum et Gossypium herbaceum en Afrique et en Asie. On lutte contre le feu bactérien en cultivant le cotonnier au plus tous les 3 ans dans le même champ, en retirant les résidus de récolte et en traitant les semences. On peut lutter contre l’anthracnose grâce aux mêmes mesures, mais aucun cultivar résistant n’est disponible. On dispose de cultivars de Gossypium arboreum résistant à la fusariose. Les méthodes de culture pour lutter contre les maladies à flétrissement comprennent la rotation des cultures, un apport suffisant en K et la lutte contre les nématodes. Les maladies virales les plus importantes du cotonnier en Afrique tropicale sont l’enroulement des feuilles, la mosaïque et la maladie bleue. On lutte contre ces maladies virales en éliminant les plantes-hôtes qui servent de réservoir et les vecteurs, et en utilisant des cultivars tolérants ou résistants.

Le cotonnier souffre de nombreux ravageurs. Les vers de la capsule comptent parmi les ravageurs les plus inquiétants. Ils s’alimentent à l’intérieur des capsules, endommageant les lints et les graines et provoquant ainsi une considérable réduction du rendement et de la qualité. Les principaux vers de la capsule sont le ver américain (Helicoverpa armigera), le ver rose du cotonnier (Pectinophora gossypiella) et la chenille épineuse (Earias spp.). La chenille épineuse, à qui Gossypium arboreum et Gossypium barbadense semblent moins sensibles que Gossypium hirsutum, a un effet précoce important de forage des extrémités sur la tige principale conduisant à la formation excessive de branches végétatives et au retardement de la nouaison des capsules, ce qui les rend vulnérables aux vers américains à mi-saison et aux punaises. La résistance aux vers de la capsule n’a pas été atteinte au niveau souhaité, et la lutte contre ces ravageurs a longtemps reposé sur les insecticides.

Les punaises suceuses de feuilles, tiges et bourgeons peuvent provoquer des dégâts considérables. Les cicadelles (Amrasca, Empoasca, Erythroneura, Jacobiella et Jacobisca spp.) sont les premiers ravageurs à apparaître, mais la couverture dense de poils longs sur les feuilles et les tiges fournissent une bonne protection. L’aleurode (Bemisia tabaci) et le puceron du cotonnier (Aphis gossypii) sont des ravageurs arrivant plus tard dans la saison ; le premier est le vecteur du virus de l’enroulement des feuilles et de la mosaïque, le deuxième de la maladie bleue. Un semis, un désherbage et une récolte précoces et l’utilisation de cultivars à cycle court peuvent réduire leurs dégâts. Les punaises du cotonnier (Dysdercus spp.) existent dans tous les pays où pousse le cotonnier. Elles percent la capsule verte et injectent le champignon Nematospora gossypii, qui provoque une coloration jaune des lints, entraînant une moindre qualité. Environ 4 pulvérisations d’organophosphorés et de pyréthrinoïdes en alternance permettent de lutter contre ce ravageur. Une lutte préventive relativement efficace consiste en une lutte phytosanitaire stricte, une culture précoce de maïs ou de sorgho, suivie d’un labour précoce et une plantation de cotonnier rapprochée au moyen d’un cultivar à maturité précoce. Des espèces apparentées aux cotonniers, tels que des Abutilon poussant à proximité, sont des hôtes facultatifs des ravageurs du cotonnier, en particulier les punaises.

Les insectes ravageurs du cotonnier ont été efficacement éliminés depuis 1945 grâce à l’utilisation d’insecticides. Le développement répété de résistances des insectes ravageurs (en particulier le ver américain de la capsule) aux nouveaux insecticides a conduit dans quelques pays à des traitements excessifs, atteignant 15 pulvérisations par saison, tuant tous les prédateurs naturels. Ceci peut également provoquer des infestations par des ravageurs qui étaient insignifiants avant, nécessitant des pulvérisations supplémentaires. Pour réduire l’utilisation de produits phytosanitaires, la mise en œuvre d’une gestion intégrée des ravageurs (GIR) ou d’une gestion intégrée des adventices et des ravageurs est recommandée. Une préparation très précoce du champ comprenant un désherbage régulier, l’épandage d’engrais, un semis précoce de cultivars résistants aux cicadelles, un remplissage des vides, un démariage et une utilisation judicieuse des produits phytosanitaires sur la base de la surveillance des insectes et des seuils de nuisibilité, constituent la base des pratiques agricoles qui interagissent dans la gestion intégrée. Un désherbage préventif par labour ou binage juste après l’enlèvement de la culture précédente permet de garder l’humidité d’orages imprévus dans le sous-sol, ce qui autorise un semis précoce. Ceci favorise une fructification précoce bien avant l’apparition du principal ravageur, le ver américain de la capsule, et fournit un délai important pour une fructification compensatoire en cas d’endommagement précoce des fruits. Les insecticides contre les cicadelles n’étant plus nécessaires, ils ne tuent pas les prédateurs naturels qui régulent le ver américain de la capsule pendant son stade jeune et vulnérable. Le temps que les ravageurs ultérieurs, le ver rose du cotonnier, les punaises et l’aleurode, arrivent, la culture principale sera sauvée.

Le nématode le plus important du cotonnier économiquement et le plus diffusé est le nématode à galles (Meloidogyne spp.), alors que le nématode réniforme (Rotylenchus spp.) est plutôt cantonné aux régions tropicales et subtropicales. Gossypium arboreum, Gossypium herbaceum et Gossypium barbadense sont moins sensibles aux nématodes réniformes que Gossypium hirsutum. On peut lutter contre les nématodes par la rotation et l’utilisation de produits chimiques, alors qu’on a mis au point des génotypes de cotonnier dotés d’une certaine tolérance aux nématodes réniformes.

Récolte

En Afrique tropicale, la récolte du coton est généralement effectuée manuellement. Une fois le coton récolté, les tiges doivent être arrachées et brûlées pour prévenir l’accumulation des ravageurs et des maladies.

Rendement

On peut atteindre un rendement en coton-graine de 4 t/ha dans des conditions optimales, mais en pratique il dépasse rarement 2,5 t/ha et le rendement mondial moyen est d’environ 2 t/ha. Dans la plupart des pays d’Afrique tropicale, le rendement est aux alentours de 1 t/ha. Le coton-graine de cultivars primitifs donne 20–25% de fibres après l’égrenage, alors que de bons cultivars de cotonnier “upland” ont un rendement à l’égrenage d’au moins 35% et parfois de plus de 40%. Certains cultivars actuels de Gossypium arboreum et de Gossypium herbaceum, cultivés en Inde et en Chine, donnent aussi jusqu’à 40% de lints.

Traitement après récolte

Les lints du coton sont séparés des graines par égrenage, ce qui peut être effectué à la main (capacité de 2–3 kg de lints/heure) ou par voie mécanique. L’égrenage mécanique peut être effectué avec une égreneuse à scies (capacité de 300 kg de lints/heure) pour les fibres de coton courtes, ou avec une égreneuse à rouleaux plus douce (capacité de 30 kg de lints/heure) pour les types de fibres longues et fines. Dans certains pays africains, tels que le Kenya et l’Ouganda, l’égrenage à rouleaux est commun, même pour les fibres de coton courtes. En Afrique de l’Ouest et en Afrique centrale, l’égrenage manuel peut être effectué en plaçant le coton-graine sur un bloc de bois ou une pierre plate, et en faisant rouler une barre en bois ou en métal au-dessus pour faire sortir les graines. Le taux d’humidité optimal de la fibre pour l’égrenage est de 5–7%. Lorsque le taux d’humidité est plus faible, les fibres sont excessivement endommagées ; lorsqu’il est plus élevé, la quantité de graines cassées est plus élevée.

Ressources génétiques

En Inde, environ 1900 entrées de Gossypium arboreum sont conservées au Central Institute for Cotton Research (CICR) à Nagpur et Coimbatore, et au National Bureau for Plant Genetic Resources (NBPGR) à New Delhi. La collection nationale de matériel génétique de Gossypium hébergée au Southern Plains Agricultural Research Center (SPARC), à College Station, Texas, Etats-Unis, comprend 1700 entrées de Gossypium arboreum. En Ouzbékistan, l’Institut d’amélioration du coton, l’Institut de génétique et de biologie végétale expérimentale et l’Université nationale d’Ouzbékistan détiennent ensemble environ 1200 entrées de Gossypium arboreum. L’Académie chinoise des sciences agronomiques (CAAS) de Nanjing, Chine, et l’Institut Vavilov (VIR) de St. Pétersbourg, Russie, détiennent chacun environ 400 entrées de Gossypium arboreum, et la banque de gènes du Centre de coopération internationale en recherche agronomique pour le développement (CIRAD) à Montpellier, France, environ 70.

Sélection

Jusque dans les années 1930, l’amélioration génétique du cotonnier se limitait à des croisements au sein du groupe diploïde et du groupe tétraploïde. Après quoi, la polyploïdisation des diploïdes a fortement augmenté les opportunités d’amélioration génétique. Les croisements entre les génotypes de l’Ancien Monde et du Nouveau Monde sont devenus importants, en particulier dans la sélection pour la résistance et pour l’obtention de meilleurs cultivars pour les régions d’Asie où Gossypium arboreum et Gossypium herbaceum se cultivent bien, mais pas Gossypium hirsutum. Des cultivars hybrides F1 dotés d’une vigueur hybride considérable pour le rendement ont été créés avec succès. Cependant, les systèmes disponibles de stérilité mâle cytoplasmique sont inadaptés pour la production à grande échelle de graines hybrides, principalement à cause de l’expression incomplète des gènes restaurateurs de fertilité chez les parents mâles. L’utilisation actuelle d’hybrides de cotonnier est limitée à l’Asie du Sud et la Chine, où la production de semences par castration et pollinisation manuelles est économiquement possible grâce au faible coût de la main-d’œuvre.

Les objectifs principaux de l’amélioration génétique du cotonnier, au-delà d’un rendement plus élevé, sont l’insensibilité à la photopériode, la précocité de la maturation, l’adaptation à la récolte mécanique (par une petite taille, peu de ramifications, une période de floraison courte, des graines attachées de manière lâche, des feuilles moins poilues), la qualité des fibres (longueur, finesse, résistance et élasticité), la qualité des graines (forte teneur en huile et faible teneur en gossypol, potentiel amélioré du tourteau en tant que source de protéines pour les humains et les animaux), résistance aux maladies (par ex. le feu bactérien et la fusariose) et aux ravageurs (par ex. vers de la capsule, cicadelles) et tolérance à la sécheresse, au froid et à la salinité. Peu de progrès ont été réalisés dans l’amélioration génétique concernant la résistance aux ravageurs (sauf pour la résistance aux cicadelles), mais un plus grand succès a été obtenu en matière de résistance et de tolérance à la fusariose et à la verticilliose, au feu bactérien et aux nématodes.

Perspectives

Le coton restera très important à l’échelle mondiale, en raison des excellentes propriétés de ses fibres et de son bas prix, mais Gossypium hirsutum et Gossypium barbadense resteront les espèces principales, et le rôle de Gossypium arboreum restera marginal. En Afrique tropicale, Gossypium arboreum sera encore probablement cultivé pour un usage domestique, principalement à des fins médicinales.

Références principales

Burkill, H.M., 1997. The useful plants of West Tropical Africa. 2nd Edition. Volume 4, Families M–R. Royal Botanic Gardens, Kew, Richmond, United Kingdom. 969 pp.

Fryxell, P.A., 1978. The natural history of the cotton tribe (Malvaceae, tribe Gossypieae). Texas A & M University Press, College Station, Texas, United States. 245 pp.

Hutchinson, J., 1962. The history and relationships of the world’s cottons. Endeavour 21: 5–15.

Kerkhoven, G.J. & Mutsaers, H.J.W., 2003. Gossypium L. In: Brink, M. & Escobin, R.P. (Editors). Plant Resources of South-East Asia No 17. Fibre plants. Backhuys Publishers, Leiden, Netherlands. pp. 139–150.

Kulkarni, V.N., Khadi, B.M., Maralappanavar, M.S., Deshapande, L.A. & Narayanan, S.S., 2009. The worldwide gene pools of Gossypium arboreum L. and G. herbaceum L., and their improvement. In: Paterson, A.H. (Editor). Genetics and genomics of cotton. Springer-Verlag New York, United States. pp. 69–97.

Neuwinger, H.D., 2000. African traditional medicine: a dictionary of plant use and applications. Medpharm Scientific, Stuttgart, Germany. 589 pp.

Peeters, M.-C., van Langenhove, L., Louwagie, J., Waterkeyn, L. & Mergeai, G., 2001. Cotton. In: Raemaekers, R.H. (Editor). Crop production in tropical Africa. DGIC (Directorate General for International Cooperation), Ministry of Foreign Affairs, External Trade and International Cooperation, Brussels, Belgium. pp. 1041–1070.

Seignobos, C. & Schwendiman, J., 1991. Les cotonniers traditionnels du Cameroun. Coton et Fibres Tropicales 46(4): 309–333.

Smith, C.W. & Cothren, J.T. (Editors), 1999. Cotton: origin, history, technology, and production. John Wiley & Sons, New York, United States. 850 pp.

Verdcourt, B. & Mwachala, G.M., 2009. Malvaceae. In: Beentje, H.J. & Ghazanfar, S.A. (Editors). Flora of Tropical East Africa. Royal Botanic Gardens, Kew, Richmond, United Kingdom. 169 pp.

Autres références

Adjanohoun, E.J. & Aké Assi, L., 1979. Contribution au recensement des plantes médicinales de Côte d’Ivoire. Centre National de Floristique, Abidjan, Côte d’Ivoire. 358 pp.

Ajayi, A.O., 2008. Antimicrobial nature and use of some medicinal plants in Nigeria. African Journal of Biotechnology 7(5): 595–599.

Annan, K. & Houghton, P.J., 2008. Antibacterial, antioxidant and fibroblast growth stimulation of aqueous extracts of Ficus asperifolia Miq. and Gossypium arboreum L., wound-healing plants of Ghana. Journal of Ethnopharmacology 119: 141–144.

Bernholt, H., Kehlenbeck, K., Gebauer, J. & Buerkert, A., 2009. Plant species richness and diversity in urban and peri-urban gardens of Niamey, Niger. Agroforestery Systems 77:159 –179.

Boiteau, P., Boiteau, M. & Allorge-Boiteau, L., 1999. Dictionnaire des noms malgaches de végétaux. 4 Volumes + Index des noms scientifiques avec leurs équivalents malgaches. Editions Alzieu, Grenoble, France.

Campbell, B.T., Saha, S., Percy, R., Frelichowski, J., Jenkins, J.N., Park, W., Mayee, C.D., Gotmare, V., Dessauw, D., Giband, M., Du, X., Jia, Y., Constable, G., Dillon, S., Abdurakhmonov, I.Y., Abdukarimov, A., Rizaeva, S.M., Abdullaev, A., Barroso, P.A.V., Pádua, J.G., Hoffmann, L.V. & Podolnaya, L., 2010. Status of the global cotton germplasm resources. Crop Science 50: 1161–1179.

ECOCROP, 2007. Gossypium arboreum. [Internet]. FAO, Rome, Italy. http://ecocrop.fao.org/ ecocrop/srv/en/ dataSheet?id=6492. September 2011.

Ekundayo, E.O & Ezeogu, L.I., 2006. Evaluation of antimicrobial activities of extracts of five plants used in traditional medicine in Nigeria. International Journal of Tropical Medicine 1(2): 93–96.

Fisseha Mesfin, Sebsebe Demissew & Tilahun Teklehaymanot, 2009. An ethnobotanical study of medicinal plants in Wonago Woreda, SNNPR, Ethiopia. Journal of Ethnobiology and Ethnomedicine 5: 28.

Hochreutiner, B.P.G., 1955. Malvacées (Malvaceae). Flore de Madagascar et des Comores (plantes vasculaires), familles 129–130. Firmin-Didot et cie., Paris, France. 170 pp.

Irvine, F.R., 1961. Woody plants of Ghana, with special reference to their uses. Oxford University Press, London, United Kingdom. 868 pp.

Jarman, C., 1998. Plant fibre processing. A handbook. Intermediate Technology Publications, London, United Kingdom. 52 pp.

Jiofack, T., Fokunang, C., Kemeuze, V., Fongnzossie, E., Tsabang, N., Nkuinkeu, R., Mapongmetsem, P.M. & Nkongmeneck, B.A., 2008. Ethnobotany and phytopharmacopoea of the South-West ethnoecological region of Cameroon. Journal of Medicinal Plants Research 2(8): 197 206.

Keay, R.W.J., 1958. Malvaceae. In: Keay, R.W.J. (Editor). Flora of West Tropical Africa. Volume 1, part 2. 2nd Edition. Crown Agents for Oversea Governments and Administrations, London, United Kingdom. pp. 335–350.

Kirkpatrick, T.L. & Rothrock, C.S., 2001. Compendium of cotton diseases. 2nd Edition. APS (American Phytopathological Society) Press, St. Paul, Minnesota, United States. 77 pp.

Lopes, D.C. & Steidle Neto, A.J., 2011. Potential Crops for Biodiesel Production in Brazil: a review. World Journal of Agricultural Sciences 7(2): 206–217.

Matthews, G.A. & Tunstall, J.P. (Editors), 1994. Insect pests of cotton. CAB International, Wallingford, United Kingdom. 593 pp.

Pandey, S.N. & Suri, L.K., 1982. Cyclo propenoid fatty-acid content and iodine value of crude oils from Indian cottonseed. Journal of the American Oil Chemists’ Society 59(2): 99–101.

Roecklein, J.C. & Leung, P. (Editors), 1987. A profile of economic plants. Transaction Books, New Brunswick, New Jersey, United States. 623 pp.

Waage, S.K. & Hedin, P.A., 1984. Biologically-active flavonoids from Gossypium arboreum. Phytochemistry 23(11): 2509–2511.

Sources de l'illustration

Hochreutiner, B.P.G., 1955. Malvacées (Malvaceae). Flore de Madagascar et des Comores (plantes vasculaires), familles 129–130. Firmin-Didot et cie., Paris, France. 170 pp.

Auteur(s)

M. Brink, PROTA Network Office Europe, Wageningen University, P.O. Box 341, 6700 AH Wageningen, Netherlands

Citation correcte de cet article

Brink, M., 2011. Gossypium arboreum L. [Internet] Fiche de PROTA4U. Brink, M. & Achigan-Dako, E.G. (Editeurs). PROTA (Plant Resources of Tropical Africa / Ressources végétales de l’Afrique tropicale), Wageningen, Pays Bas. <http://www.prota4u.org/search.asp>.

Consulté le 18 décembre 2024.

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